1. 不同细胞的生长环境偏好
不同的细胞喜欢的环境是不一样的，这不仅仅是说培养基的不同，还包括细胞生长的空间密度问题。一些细胞在数量较多时生长状态较好，通常属于生长速度慢的细胞，例如内皮细胞。而有些细胞在数量较少时状态更佳，如巨噬细胞和某些肿瘤细胞。特别是巨噬细胞，生长速度快，贴壁速度快，传代时应保留较少量的细胞以保持良好状态。巨噬细胞喜欢扎堆生长，堆与堆之间应有空间。如果细胞长成相连的一满片，形态会变差，老化增多，对实验结果不利。因此，在培养细胞时应摸索细胞喜欢的生长空间密度。
2. 改善培养细胞的形态
对于贴壁细胞，如果细胞形态不佳，可以在传代时进行以下操作以改善：
首先，倒掉旧培养基，加入3ml新培养基（有无血清均可）洗涤一次，吸走后再加入3ml培养基进行预吹打，控制力度，轻轻吹打瓶底，然后吸走。
将吹打下来的细胞悬液加入到新的培养瓶内，培养瓶事先加入培养基，放入培养箱内培养，并按时间点观察细胞贴壁情况。
选择一个时间点，当已有部分细胞贴壁时，倒出培养基，加入3ml新培养基轻轻洗涤一次，然后加入完全培养基培养，并后续观察细胞生长情况及形态。这一过程称为“二传”。
如果一次效果不理想，可重复多次，直到找到细胞完美形态。同时，需结合细胞喜欢的生长情况，对于喜欢数量多的细胞，等贴壁细胞较多时再传；反之亦然。
3. 培养瓶内加入培养基量的问题
培养基的加入量需自行摸索，并非小瓶5ml，大瓶10ml的固定模式。有些细胞在培养基较少时形态更佳，可能是由于竞争导致的优胜劣汰。对于生长速度快的细胞，减少培养基量可能有助于改善细胞形态，但需注意换液的频率。
4. 选择培养瓶的问题
个人发现生长速度快的细胞在玻璃瓶内生长状态比一次性塑料瓶好。对于同一种细胞，在其生长旺盛快速的时期，玻璃瓶内的生长状态也比塑料瓶好。这可能是因为塑料瓶比玻璃瓶更容易贴壁，生长速度快的细胞在塑料瓶中可能不如玻璃瓶中生长得好。
对于生长速度慢的细胞，如果想要更漂亮的细胞状态，塑料瓶比玻璃瓶好；对于生长速度快的细胞，玻璃瓶则更好。同样，对于同一种细胞，在其生长速度慢的时候，塑料瓶会好一点，如刚刚复苏或原代培养时；而在其生长旺盛的时候，玻璃瓶则相对好一点。
5. 传代时消化的问题
对于需要消化传代的细胞，每一次的消化都是对细胞存活与否、状态好与不好的最至关重要的考验。如果细胞在传代几代后状态越来越差，很可能是消化环节出了问题。以下是“四步消化法”的具体操作：
首先不加胰酶，倒掉旧培养基，加入少量新培养基洗1-2遍，目的是洗掉漂浮的死细胞等。
再加入少量新培养基直接吹打一遍，这一遍是把贴壁不牢固的细胞吹打下来，再用培养基洗一遍，两次所得悬液混合传入新瓶。
吸干净瓶内剩余液体，加入0.3ml左右的胰酶润洗一遍，吸掉弃之，再加入1ml左右的胰酶消化。消化的同时置于显微镜下观察，待细胞与细胞之间间隙明显时立即吸掉胰酶，加入新培养基开始吹打，吹打2-3遍后吸取悬液于试管或新瓶暂存。用2ml左右新培养基洗一遍与前面的混合。
把前面刚吸出来的胰酶重新加进去瓶里继续消化剩余的贴壁牢固的细胞。继续镜下观察，待剩余细胞间隙明显，细胞独立开来时，吸掉胰酶，加入新培养基吹打。悬液传入新瓶培养。
6. 关于换液传代时候洗瓶的问题
对于用DMEM培养基培养的细胞，用无血清1640去洗细胞在随后的几次中会比用DMEM洗的长得好。同样，用1640培养的也有这个现象。如果不嫌麻烦，可以用PBS来洗，洗的效果和用无血清培养基洗的效果基本上是一样的，对于有些细胞会更胜一筹。洗的目的主要是洗去培养瓶里残留的血清，防止它对胰酶的影响，保证胰酶的消化能力优先，这是很关键的一点。